¿Quién habría imaginado que la nueva revolución genética del siglo XXI nacería en una charca destinada a cosechar sal del agua marina? En las salinas de Santa Pola (España), el estudio de un microbio condujo a obtener el sistema CRISPR/Cas9, la mejor herramienta existente hoy para cortar y pegar fragmentos de ADN y la gran promesa de la terapia génica para este siglo.
Nada de esto estaba en la mente del microbiólogo de la Universidad de Alicante Francisco Martínez Mojica cuando, en 1990, estudiaba por qué la concentración de sal afectaba a la manera en que una arquea de aquellas salinas. La llamada Haloferax mediterranei respondía de distinta manera a las enzimas de restricción, que cortan el ADN por secuencias específicas y que son herramientas habituales en todo laboratorio de biología molecular.
Al buscar respuestas en el genoma de esta y otras arqueas, Mojica observó unas secuencias de ADN que se repetían, separadas por espaciadores heterogéneos. La intriga sobre estas secuencias aumentó cuando Mojica descubrió otras similares en una veintena de microbios diferentes, a lo que se unían otros casos encontrados por diferentes investigadores. En 2002, Mojica sugería un nombre para estos misteriosos pedazos de ADN repetido: CRISPR, o Repeticiones Palindrómicas Cortas Agrupadas y Regularmente Espaciadas. Los genes cercanos a estas secuencias, a los que se les suponía alguna relación con ellas, se denominaron genes asociados a CRISPR, o Cas. El sistema CRISPR/Cas ya tenía un nombre, pero su función aún era un misterio.
Fue entonces cuando Mojica tuvo la intuición genial que le llevaría a resolver aquel enigma. En lugar de centrarse en lo que todas aquellas secuencias tenían en común, las repeticiones, decidió fijarse en lo que las diferenciaba, los espaciadores. Al estudiar uno de ellos en la bacteria Escherichia coli, descubrió que era idéntico a un segmento del genoma de un virus llamado fago P1 que infecta a esta bacteria. O que debería infectarla, ya que precisamente aquella E. coli era inmune al P1.
Secuencias de ADN infectivas
Tirando de este hilo, el investigador comprobó los espaciadores de otros miles de CRISPR en distintos microbios, observando que en todos los casos se correspondían con secuencias de ADN infectivas, pero que siempre aparecían en bacterias inmunes a esas infecciones. Así, Mojica propuso una hipótesis plausible, pero arriesgada: las CRISPR representaban un sistema inmunitario adaptativo de las bacterias que recogía pedazos de ADN de sus atacantes para reconocerlos en el futuro y eliminarlos.
Tan atrevida era la idea que el estudio de Mojica fue rechazado sin revisión por la revista Nature, y después por otras, hasta que en 2005, después de un largo proceso de correcciones, se publicó en el Journal of Molecular Evolution. Poco después, el francés Gilles Vergnaud y sus colaboradores proponían una hipótesis similar. Pero el sistema inmune de las bacterias aún era una preocupación exclusiva de los microbiólogos y el CRISPR/Cas aún estaba lejos de lanzar la revolución de la edición genómica.
El salto llegó cuando empezó a conocerse cómo las bacterias emplean el sistema CRISPR/Cas para librarse de los virus. Los genes Cas fabrican enzimas que cortan el ADN, mientras que los espaciadores de CRISPR producen moléculas de ARN capaces de reconocer sus secuencias gemelas en el genoma viral. Los ARN y las enzimas Cas viajan juntos, de modo que los primeros actúan como guía para indicar a las segundas dónde deben cortar para inutilizar el virus.
Animación sobre cómo funcionan los sistemas de edición genética CRISPR. Crédito: Visual Science
Comprendiendo que aquellas tijeras moleculares podían modificarse para cortar cualquier secuencia de ADN, la estadounidense Jennifer Doudna y la francesa Emmanuelle Charpentier simplificaron y rediseñaron el sistema CRISPR de la bacteria Streptococcus pyogenes para construir la herramienta CRISPR/Cas9, que posteriormente fue optimizada y probada en células humanas por los investigadores Feng Zhang y George Church. El sistema se completa con un fragmento de ADN que actúa como molde para reparar los extremos rotos y que permite insertar la secuencia deseada, por ejemplo la versión correcta para restaurar un gen. La propia maquinaria celular de reparación se encarga del pegado final.
Un sistema con grandes ventajas y algunas limitaciones
CRISPR/Cas9 no es la primera herramienta de corta-pega genético disponible, pero ha aportado grandes ventajas respecto a otros sistemas: “Fundamentalmente, la facilidad con la que se puede programar el sistema para dirigirlo a la diana donde se pretende que actúe”, resume Mojica a OpenMind. “En el caso de las otras herramientas hay que introducir múltiples modificaciones en la secuencia de proteínas, un trabajo arduo y caro, mientras que en el caso de CRISPR solo hay que sintetizar una pequeña molécula de ARN guía, barata y fácil de diseñar, y mientras que la proteína Cas9 se utiliza tal cual”. Además, añade el investigador, CRISPR/Cas9 permite actuar sobre múltiples genes a la vez.
Con los años han ido añadiéndose nuevas modificaciones y versiones al sistema original. “Hay otras proteínas Cas, como Cas12, antes denominada Cpf1, que también se están utilizando en edición”, señala Mojica. Sin embargo, esta tecnología aún posee limitaciones. El investigador destaca sobre todo el riesgo de que Cas falle por defecto o por exceso. Si se trata de reparar un gen averiado, es esencial que se haga correctamente en todas las células, pero sin cortar nada que no deba romperse.
Otro reto que apunta Mojica es conseguir un sistema que permita administrar CRISPR/Cas9 directamente a los pacientes. Ya se ha empleado con éxito para reparar genes en embriones humanos. En China han comenzado los ensayos clínicos, y pronto empezarán en EEUU y Europa las primeras pruebas con un uso ex vivo, es decir, extrayendo células del paciente y reparando sus genes in vitro para después devolverlas al organismo. Este enfoque va a probarse para enfermedades de la sangre como la beta talasemia o la anemia falciforme. Sin embargo, el sueño en la mente de todos es una inyección que cure los genes defectuosos, y para ello aún se necesita un buen sistema de transporte in vivo. “Se están utilizando con éxito nanopartículas, de oro por ejemplo, para superar este problema”, concluye Mojica.
Javier Yanes
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